Biologia molekularna 1400-215BM
Wykład
Struktura DNA. Replikacja DNA w organizmach eukariotycznych. Szczegółowe omówienie budowy i roli fragmentów Okazakich oraz problemu terminacji replikacji DNA. Rola i struktura telomerów. Rodzaje uszkodzeń DNA i mechanizmy ich naprawy. Łączenie końców niehomologicznych oraz rekombinacja homologiczna.
Narzędzia w biologii molekularnej i sekwencjonowanie DNA. Chemiczna synteza oligonukleotydów i metoda PCR. Podstawowe enzymy wykorzystywane w procedurach laboratoryjnych biologii molekularnej. Metody sekwencjonowania genomów: metoda Sangera oraz sekwencjonowanie nowej generacji. Omówienie etapów poznawania genomu człowieka. Wykorzystanie DNA do archiwizacji danych.
Struktura genomów, ich elementy i ewolucja. Pierwsze scharakteryzowane genomy i ich cechy. Przedstawienie hipotez dotyczących ewolucyjnego pochodzenia genów. Najważniejsze elementy strukturalne genów. Organizacja genomów. Elementy transpozycyjne, ich budowa oraz mechanizmy transpozycji.
Przykłady różnych mechanizmów regulacyjnych ekspresji genów u organizmów prokariotycznych na poziomie inicjacji i terminacji transkrypcji (m.in. operon laktozowy, operon arabinozowy, operon tryptofanowy, atenuacja). Regulacja na poziomie (i) post-traskrypcyjnym z udziałem białek i regulatorowego RNA (m.in. ryboregulacja, ryboprzełączniki), (ii) translacji i (iii) post-translacyjnie. Pojęcie operonu, regulonu i modulonu. Globalna regulacja na poziomie komórki (m.in. dwuskładnikowy system regulacyjny) oraz całej populacji (w tym quorum sensing). Replikacja i rekombinacja u bakterii.
Regulacja ekspresji genów u eukariontów, ze szczególnym uwzględnieniem hierarchicznej organizacji chromatyny i przestrzennej architektury jądra komórkowego. Zjawisko separacji faz ciecz-ciecz (LLPS) umożliwiające tworzenie kondensatów transkrypcyjnych zawierających polimerazę II RNA i czynniki regulacyjne. Transkrypcja, w tym inicjacja, elongacja i terminacja prowadzone przez polimerazę II RNA. Rola enhancerów, superenhancerów i czynników transkrypcyjnych w precyzyjnej regulacji genów. Dojrzewanie mRNA, takie jak splicing, poliadenylacja i eksport. Małe RNA (miRNA, siRNA, piRNA) i ich udział w regulacji genów oraz utrzymaniu integralności genomu.
Translacja u eukariontów. Aminokwasy. Właściwości łańcucha polipeptydowego. Struktury drugo-, trzecio- i czwartorzędowe białek. Fałdowanie białek. Chaperony i chaperoniny. Modyfikacje posttranslacyjne białek.
Ćwiczenia
Endonukleazy restrykcyjne i enzymy służące do modyfikacji DNA. Rekombinacja DNA, klonowanie. Metody wprowadzania DNA do komórek bakteryjnych. Przygotowanie komórek kompetentnych i transformacja bakterii. Wektory plazmidowe. Antybiotyki stosowane w biologii molekularnej. Izolacja DNA plazmidowego, jego elektroforeza, oraz ocena czystości i jakości. Zastosowanie elementów operonu laktozowego Escherichia coli w klonowaniu. Metody selekcji zrekombinowanego DNA, alfa-komplementacja. Represja kataboliczna.
Izolacja rekombinowanego białka enzymatycznego wyrażanego w komórkach bakterii E. coli, metodą chromatografii powinowactwa do immobilizowanego metalu. Ocena jakości otrzymywanych preparatów białkowych: i) oznaczenie aktywności katalitycznej enzymu; ii) analiza czystości preparatu metodą elektroforezy w żelu poliakrylamidowym z SDS (porównanie różnych metod barwienia żeli: błękitem Coomassie R-250, srebrem i barwnikiem fluorescencyjnym); iii) identyfikacja immunologiczna metodą Western (porównanie różnych metod wizualizacji powstających kompleksów antygen - przeciwciało, zastosowanie przeciwciał drugorzędowych sprzężonych z alkaliczną fosfatazą i peroksydazą z chrzanu oraz różnych metod detekcji, w tym wzmocnionej chemiluminescencji).
Organizmy modyfikowane genetycznie na przykładach roślin transgenicznych – sposób otrzymania i wykorzystanie. Wykonanie transformacji przejściowej roślin tytoniu przez infiltrację liści hodowlą bakterii Agrobacterium tumefaciens, niosącą konstrukt genetyczny z genem markerowym.
Na zajęciach zostaną przedstawione najczęściej stosowane w biologii geny repotrerowe, jak białko zielonej fluorescencji (GFP), lucyferaza, glukouronidaza (GUS), itp. Zostaną omówione także metody badania oddziaływań z zastosowaniem genów reporterowych, jak drożdżowy system dwuhybrydowy, FRET (Föster Resonance Energy Transfer), BiFC (Bimolecular fluorescence complementation). Podczas ćwiczeń przeprowadzone zostanie doświadczenie polegające na przejściowej transformacji roślin i obserwacji ekspresji wprowadzonego genu poprzez obserwację białka zielonej fluorescencji z zastosowaniem mikroskopu fluorescencyjnego. Konstrukty używane podczas ćwiczeń zawierają geny kodujące fuzje translacyjne GFP z białkami występującymi w różnych częściach komórki. Pozwoli to na analizę lokalizacji tych białek. Podczas ćwiczeń zostaną także przeprowadzone obserwacje roślin wyrażających gen glukouronidazy pod kontrolą różnych specyficznych tkankowo promotorów.
Na zajęciach zostanie omówiona technika PCR w czasie rzeczywistym (RealTime PCR), zasady działania, w tym specyficzna i niespecyficzna detekcja kwasów nukleinowych oraz zagadnienia związane z planowaniem eksperymentu takie jak wybór genów referencyjnych oraz projektowanie oligonukleotydów. Przedstawione zostaną warianty metody oraz możliwe zastosowanie.
Metody biologii molekularnej stosowane w analizach mutantów oraz linii transgenicznych Arabidopsis. Genetyka roślin – podejście forward i reverse w pracy z modelową rośliną Arabidopsis thaliana, metody mutagenezy Arabidopsis, badania przesiewowe mutantów oraz mapowanie mutacji punktowych i insercyjnych (m.in. analiza PCR sekwencji polimorficznych w dwóch ekotypach Arabidopsis).
Rodzaj przedmiotu
Tryb prowadzenia
Założenia (lista przedmiotów)
Założenia (opisowo)
Koordynatorzy przedmiotu
Efekty kształcenia
Po opanowaniu materiału objętego wykładem i ćwiczeniami student:
WIEDZA:
1. Ma podstawową wiedzę w zakresie biologii molekularnej. Zna i rozumie molekularne podstawy funkcjonowania komórek prokariotycznych i eukariotycznych (K_W01 S1-BT, K_W12 S1-BI).
2. Zna najważniejsze odkrycia naukowe w historii biologii molekularnej (K_W02 S1-BT).
3. Zna podstawowe techniki i narzędzia stosowane w badaniach zjawisk przyrodniczych w zakresie biologii molekularnej (K_W04 S1-BT, K_W14 S1-BI).
4. Zna podstawy projektowania i wykonywania modyfikacji genetycznych na materiale biologicznym (K_W04 S1-BT).
5. Zna podstawy technik informatycznych i wykorzystuje narzędzia informatyczne do pozyskiwania informacji z wybranych baz danych (K_W08 S1-BT, K_W16 S1-BI).
6. Zna zasady bezpieczeństwa i higieny pracy w laboratorium biologii molekularnej (K_W09 S1-BT, K_W17 S1 BI)
UMIEJĘTNOŚCI
1. Potrafi stosować podstawowe techniki biologii molekularnej (K_U01 S1-BT, K_U01 S1-BI).
2. Wykazuje umiejętność wykorzystania podstawowych baz danych artykułów naukowych oraz sekwencji DNA i białek (K_U03 S1-BT, K_U08 S1-BI).
3. Potrafi przeprowadzić proste doświadczenia z zakresu biologii molekularnej pod okiem opiekuna (K_U04 S1-BT, K_U05 S1-BI).
4. Wykazuje umiejętność poprawnego wnioskowania na podstawie danych eksperymentalnych (K_U06 S1-BT, K_U03 S1-BI).
KOMPETENCJE SPOŁECZNE
1. Wykazuje odpowiedzialność za bezpieczeństwo pracy własnej i innych (K_K03 S1-BT, K_K05 S1-BI).
2. Wykazuje odpowiedzialność za powierzony sprzęt w laboratorium biologii molekularnej (K_K03 S1-BT, K_K05 S1-BI).
3. Jest gotów do efektywnej pracy w zespole (K_K04 S1-BT, K_K07 S1-BI).
Kryteria oceniania
Zajęcia (ćwiczenia) są zaliczane jeśli student: (i) uczestniczył w co najmniej 85% zajęć; (ii) pracował na zajęciach w sposób pozwalający pozytywnie ocenić wiedzę, umiejętności i kompetencje społeczne, jakie w toku zajęć uzyskał (opisane w sylabusie jako przedmiotowe efekty kształcenia); (iii) zaliczył pisemne kolokwium.
Szczegółowe warunki zaliczenia zajęć: (i) obecność i aktywny udział w zajęciach eksperymentalnych; (ii) wykonanie zadań zleconych do samodzielnego opracowania; (iii) zaliczenie pisemnego kolokwium (zawiera zarówno pytania testowe jak i otwarte). Czas trwania kolokwium: 90 min. Aby zaliczyć kolokwium, należy uzyskać ponad połowę możliwych do zdobycia punktów.
Warunki zaliczenia egzaminu (przedmiotu).
Warunkiem dopuszczającym do egzaminu jest zaliczenie ćwiczeń składających się na dany przedmiot. Forma egzaminu końcowego: pisemna (test pojedynczego wyboru; test wielokrotnego wyboru; pytania opisowe). Warunkiem jego zaliczenia jest uzyskanie 60% możliwych do zdobycia punktów.
Praktyki zawodowe
Nie.
Literatura
Materiały dostarczone przez zespół prowadzący.
Podstawy biologii molekularnej. L.A. Allison, Wyd. UW, 2009
Biologia molekularna. Krótkie wykłady. P. Turner i in., PWN, 2005 lub późniejsze
Techniki laboratoryjne w biologii molekularnej. A. Lewandowska-Ronnegren, MedPharm, 2017
Podstawy biologii komórki. B. Alberts i in., PWN, 2019 lub późniejsze
Biologia molekularna bakterii. J. Baj, Z. Markiewicz, PWN, 2015
Mikrobiologia. J. Baj, PWN, 2018
Biochemia. J.M. Berg, J.L. Tymoczko, L. Stryer. PWN, 2005 lub późniejsze
Biochemia Harpera, V.W. Rodwell i in., PZWL, 2004 lub późniejsze
Genomy. T.A. Brown, PWN, 2009 lub późniejsze
Genes IX. B.Lewin, Jones and Bartlett Publ., 2007 lub późniejsze
Brock Biology of Microorganisms. M.T. Madigan, J.M. Martinko
Introduction to Protein Structure. C. Branden, J. Tooze, Garland Publ., 1999 (uzup., dla zainteresowanych)
Introduction to Protein Architecture, A.M. Lesk, Oxford University Press, 2001 (uzup., dla zainteresowanych)
Uwagi
W cyklu 2025Z:
Laboratorium prowadzone jest w pierwszej połowie semestru zimowego. Zajęcia odbywają się dwa razy w tygodniu. Wykłady prowadzone są przez cały semestr zimowy. |
Więcej informacji
Więcej informacji o poziomie przedmiotu, roku studiów (i/lub semestrze) w którym się odbywa, o rodzaju i liczbie godzin zajęć - szukaj w planach studiów odpowiednich programów. Ten przedmiot jest związany z programami:
- Biotechnologia, niestacjonarne (wieczorowe), pierwszego stopnia
- Biotechnologia, stacjonarne, pierwszego stopnia
Dodatkowe informacje (np. o kalendarzu rejestracji, prowadzących zajęcia, lokalizacji i terminach zajęć) mogą być dostępne w serwisie USOSweb: