Genetyka i biologia molekularna roślin 1400-125GBMR

Opis wykładu:
Tematyka wykłądów:
1. Wprowadzenie do biologii molekularnej roślin:
Podstawowe koncepcje i metodologia biologii molekularnej; rośliny modelowe w badaniach
molekularnych.
2. Genomy roślin – struktura, ewolucja i różnorodność:
Organizacja genomów jądrowych, chloroplastowych i mitochondrialnych; rola duplikacji
genomu (WGDs – whole genome duplications) w ewolucji roślin; znaczenie transpozonów i
elementów ruchomych w kształtowaniu genomów roślinnych.
3. Omiki w badaniach roślinnych:
Genomika, transkryptomika, proteomika i metabolomika – zintegrowane podejście
systemowe; mikromacierze DNA, RNA-seq, globalna analiza ekspresji genów.
4. Badania funkcji genów i ich regulacji:
Genetyka klasyczna i odwrotna (reverse genetics) – od mutanta do genu i od genu do funkcji;
mutageneza insercyjna, T-DNA, RNAi, VIGS (virus-induced gene silencing); nowoczesne
techniki edycji genomu: CRISPR/Cas9, Cas12a.
5. Regulacja ekspresji genów jądrowych i organellarnych:
Współdziałanie genomu jądrowego i organellarnego w regulacji ekspresji genów.
6. Chromatyna i dziedziczenie epigenetyczne:
Modyfikacje histonów, metylacja DNA i niekodujące RNA; mechanizmy epigenetycznej
kontroli rozwoju i odpowiedzi na stres; dziedziczenie epigenetyczne w kontekście adaptacji
roślin.
7, 8. Regulacja rozwoju i odpowiedzi fizjologicznej:
Genetyczna kontrola procesów rozwojowych roślin.
9. Sygnalizacja komórkowa i hormony roślinne:
Główne klasy fitohormonów; hormonalne ścieżki sygnalizacyjne na przykładzie gibereliny
(GA) i kwasu abscysynowego (ABA); integracja sygnałów hormonalnych z regulacją ekspresji
genów.
10. Rodzaje i rola małych RNA (miRNA, siRNA, tasiRNA):
Mechanizmy biogenezy i działania małych RNA; ich funkcje w regulacji rozwoju i odpowiedzi
na stres; zastosowanie małych RNA w biotechnologii roślin.
11. Rośliny w zmiennym środowisku – odpowiedź na stresy biotyczne i abiotyczne:
Mechanizmy obronne wobec patogenów (PTI, ETI); reakcje na suszę, zasolenie, niską
temperaturę i niedobory składników mineralnych; sieci sygnałowe i geny odpowiedzi na stres
(stress-responsive genes).
12. Biotechnologia roślin i aspekty etyczne:
Inżynieria genomu i edycja genów; tworzenie roślin o zwiększonej odporności i wartości
odżywczej; kierunki rozwoju biotechnologii roślin w kontekście zmian klimatu.
13. Dyskusja i studia przypadków:
Przykłady badań translacyjnych i aplikacji biotechnologicznych w nauce o roślinach.

Opis ćwiczeń:
Zajęcia laboratoryjne umożliwiają zapoznanie się oraz nabycie praktycznych umiejętności w pracy z mutantami insercyjnymi, liniami otrzymanymi za pomocą systemu CRISPR/Cas9, a także liniami transgenicznymi Arabidopsis thaliana.
Studenci samodzielnie (indywidualnie lub w parach) wykonują eksperymenty obejmujące kluczowe aspekty biologii molekularnej roślin – od identyfikacji wprowadzonych zmian genetycznych, poprzez analizy poziomów mRNA i białek, aż po badanie interakcji białko–białko.
Podczas zajęć wykorzystywane są m.in. następujące techniki: izolacja kwasów nukleinowych z tkanek roślinnych (w szczególności DNA genomowego, całkowitego RNA oraz frakcji małych RNA), analiza poziomów transkryptów, izolacja białek jądrowych, obserwacja i detekcja białek fuzyjnych zawierających znacznik GFP, a także analiza interakcji białko–białko.

Zajęcia laboratoryjne obejmują następujące części:
1. Charakterystyka mutantów Arabidopsis w genach kodujących histony łącznikowe (H1).
Studenci zapoznają się z efektami fenotypowymi wywoływanymi przez mutacje insercyjne oraz delecje uzyskane przez edycję genomu CRISPR/Cas9 w Arabidopsis, a także z metodami identyfikacji tych mutacji.
Stosowane techniki: izolacja DNA genomowego, PCR, elektroforeza DNA w żelu agarozowym.
2. Badanie poziomów ekspresji genów H1.
Studenci analizują poziomy transkryptów H1 metodą RT-qPCR w liniach roślin typu dzikiego oraz w mutantach.
Stosowane techniki: izolacja całkowitego RNA, synteza cDNA, real-time PCR.
3. Analiza frakcji małych RNA
Studenci analizują poziomy małych RNA w liniach roślin typu dzikiego, mutantach h1 oraz mutantach w ścieżce syntezy małych RNA.
Stosowane techniki: izolacja frakcji małych RNA, rozdział małych RNA w żelu poliakrylamidowym.
4. Analiza poziomów białek fuzyjnych H1.1-GFP i H1.2-GFP
Studenci analizują poziomy białek fuzyjnych H1-GFP w transgenicznych liniach Arabidopsis metodą Western-blot, a także obserwują białka H1-GFP za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego.
Stosowane techniki: izolacja białek jądrowych, rozdział białek SDS-PAGE, immunodetekcja (western blot), obserwacje w binokularze fluorescencyjnym.
5. Analiza interakcji białko-białko
Studenci analizują interakcję pomiędzy histonem H1, a histonem rdzeniowym H3 za pomocą metody ko-immunoprecypitacji.
Stosowane techniki: izolacja białek jądrowych, immunoprecypitacja białek, western blot.